Успех программы разведения в большой мере зависит от получения свободной от болезней и генетически здоровой (сильной) исходной линии насекомых. Таких насекомых можно получить из другой лаборатории или собрать в поле: оба метода имеют и достоинства и недостатки.
Преимущество приобретения новой линии из другой лаборатории заключается в том, что в этом случае известна история родительской линии. Это уменьшает вероятность передачи болезни или же известно наличие болезни в колонии, хотя многие заболевания могут остаться невыявленными до специального исследования. Генетически такая популяция может оказаться неидентичной природным. В результате разведения в лаборатории ряда поколений, из которых каждое следующее обладает соответственно меньшим генофондом, скорее всего окажется отобранной линия, специфично приспособленная к разведению в лаборатории. Если исследователь примирится с этим ограничением, то получение материала из такой обосновавшейся культуры наиболее простое решение. Получив колонии, остается применять те же методы разведения и санитарный режим, что и в исходной лаборатории.
В некоторых лабораториях было установлено, что интродукция дикого материала восстанавливает жизненность лабораторной колонии. Необходимо, однако, предусмотреть при этом меры против заноса болезни, как описано ниже, иначе может оказаться зараженной вся колония.
Сбор насекомых в природе для создания культуры, вероятно, наиболее обычный метод, обеспечивающий хорошую генетическую основу. На протяжении ряда поколений культура обычно сохраняет генотип полевой популяции и при работе с ней результаты будут больше соответствовать тому, что можно ожидать и в полевых условиях.
Главным ограничением для создания культуры из насекомых, собранных в поле для основания колонии, является опасность заноса патогена в оборудование для разведения. Эта опасность бывает наименьшей, когда экологические условия идеальны для насекомых, так как тогда дикая популяция состоит в основном из здоровых особей.
Лучшей стадией для закладки культуры является яйцо, так как перенос патогена яйцом наименее вероятен, и, кроме того, яйца легче обеззараживать. Многие патогены, в частности бактерии и грибы, внутри яйца не сохраняются, и их легко удалить поверхностной стерилизацией. Если яйца трудно собрать в поле, можно первые партии яиц, отложенных в лаборатории, подвергнуть поверхностной стерилизации. Если яйца вообще нельзя достать, для создания культуры нужно использовать неполовозрелые или взрослые стадии, применив метод изоляции, рассматриваемый ниже.
Яйца (и другие стадии) стерилизуют с поверхности погружением в растворы антисептиков. Мартиньони и Милстед для поверхностной стерилизации насекомых рекомендуют два четвертичных соединения аммония, фирменные препараты Гиамин 10-X и Зефиран-хлорид. Для стерилизации яиц чаще всего используют формалин и гипохлорит натрия, но также трихлоруксусную кислоту и смесь едкого натра с марганцевокислым калием. Иногда патогены задерживаются на внешних оболочках яйца, откуда их можно удалить, растворив защитную белковую оболочку в трипсине и промыв затем яйца в смеси 2%-ных едкого натра и формалина.
Однако поверхностная стерилизация не устраняет многих вирусных и протозойных патогенов, находящихся внутри яйца. Очень немногие методы в какой-то мере перспективны для устранения таких вирусных загрязнителей, хотя некоторых микроспоридий удаляли, подвергнув яйца действию температур чуть ниже верхнего предела выживания хозяина, как Аллен и Брансон установили для картофельной моли, P. opercullela, Астауров для шелковичного червя, Bombyx mori и Раун для стеблевого мотылька Ostrinia nubilatis.
Другие исследователи нашли, что можно собирать яйца, отложенные изолированными самками, и держать их отдельно. После откладки яиц самок вскрывают и их ткани исследуют под микроскопом в поисках микроспоридий. Оставляют только яйца, отложенные незараженными самками.
Мак-Лафлин по отношению к хлопковому долгоносику Anthonomus grandis применил схему обеззараживания, сходную со схемой «освобождения от специфических патогенов» (SPF). Для освобождения от микроспоридии Glugea gasti (Nosema sp.) и неогрегарины Mattesia grandis использовали два метода — «семейных единиц» и «карантинный».

Микроспоридии могут заражать насекомых перорально, а также передаваться потомству трансовариально. Болезнь может протекать в острой или хронической форме и без заметных симптомов у взрослых насекомых. По этим причинам требовалось сохранить чистоту семейных единиц до второго (F2) поколения включительно. При 20%-ной частоте встречаемости болезни, определенной на основании исследования 50 взрослых насекомых исходной культуры, Мак-Лафлин отобрал 30 семейных единиц, в каждой из которых было три взрослых самки. Таким образом, около 18 единиц (20% от 3х30) могло содержать зараженных взрослых насекомых. Когда через 30 дней были убиты и исследованы на присутствие патогена все взрослые особи F1 и их неполовозрелое потомство (личинки и куколки), оказалось, что эта доля была несколько занижена (см. схему). Невскрытых взрослых насекомых F2 оставили для размножения, продолжая поддерживать чистоту единиц вплоть до F6, причем не было повторного проявления болезни. После этого единицы были признаны свободными от болезни.


Взрослых долгоносиков, зараженных Mattesia grandis, легко распознать, поскольку симптомы всегда появляются у них через 10 дней после заражения. Болезнь редко передается через яйца, и здоровые жуки обычно вылетают из куколок раньше зараженных. Наличие более обильного родительского материала позволило разработать карантинный метод. В нем использовано преимущество механизированного разведения вместо получения небольшого числа насекомых на каждую единицу при методе семейных единиц, связанном с чрезмерной затратой человеко-дней.
Грегарину интродуцировали в Fe, полученное от взрослых, незараженных микроспоридиозом жуков (из описанного выше опыта с семейными единицами), объединив их с зараженными долгоносиками. Для испытания были выбраны садки со взрослыми жуками из F4 и F5: колонии, свободные от болезни, были соответственно получены в F5 и F6. На схеме показана последовательность операции по устранению патогена. Поскольку здоровые жуки обычно выходят из куколок раньше зараженных, жуков собирали в F5 в течение всех четырех дней, а всех остальных личинок и куколок уничтожали. Появившихся жуков разместили в субъединицы, по 30 или меньше особей в каждой.

В результате избирательного разведения удавалось освободиться от других типов патогенов насекомых. Особый интерес представляет попытка Дейвида и Гардинера освободить капустную белянку, Pieris brassicae от вируса гранулеза. После многих лет упорной работы они получили линию, «по-видимому, свободную от вируса». Одной из основных причин трудностей была трансовариальная передача вируса, который к тому же может быть в скрытом состоянии. Тем не менее Гетцин сумел освободить металловидку Trichoplusia ni от NPV поверхностной стерилизацией яиц, выращивая гусениц на искусственном корме.
Получая новую колонию, никогда нельзя быть уверенным, что насекомое не содержит латентный вирус. В неблагоприятных условиях он может проявиться и уничтожить всю культуру. Различные исследователи считали необходимыми условия стресса для насекомых во время карантина, чтобы спровоцировать проявление болезни. Из стрессовых условий чаще всего рекомендуется скученность, из других — повышенная или пониженная против нормальной температуры, ограничение пищи и даже химикаты. Больных насекомых можно тогда удалять из культуры и сохранять в ней только внешне здоровых, применяя затем поверхностную стерилизацию яиц.

---

---

• Оборудование для разведения насекомых и ухода за ними
• Направление дальнейших исследований рециптуры микробиологических инсектицидов
• Совместимость микробиологических инсектицидов с другими средствами борьбы
• Защитные средства микробиологических инсектицидов
• Клеящие вещества микробиологических инсектицидов
• Смачиватели микробиологических инсектицидов
• Дусты микробиологических инсектицидов
• Эмульсия для инсектицидов
• Масло для инсектицидов
• Вода для инсектицидов